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https://hdl.handle.net/20.500.12104/110079
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Campo DC | Valor | Lengua/Idioma |
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dc.contributor.author | Nando Rodríguez, Jesrael Luz Elena | |
dc.date.accessioned | 2025-09-04T21:06:09Z | - |
dc.date.available | 2025-09-04T21:06:09Z | - |
dc.date.issued | 2025-04-11 | |
dc.identifier.uri | https://wdg.biblio.udg.mx | |
dc.identifier.uri | https://hdl.handle.net/20.500.12104/110079 | - |
dc.description.abstract | Los policationes naturales o sintéticos se utilizan en terapias basadas en ácidos nucleícos debido a que interactúan electrostáticamente con los mismos ácidos nucleicos, los condensan en nanopartículas, los protegen y controlan su entrada a las células. Actualmente, aunque la literatura sobre la formación de nanopartículas conocidas como complejos está bien documentada, pocos estudios se han centrado en su estabilidad en condiciones que corresponden a su entorno extracelular e intracelular. Existen varias teorías que buscan explicar la desestabilización de dichos complejos, seguida por la liberación de los ácidos nucleícos. Una de ellas consiste en el intercambio entre los policationes de estas partículas con polianiones biológicos. El quitosano (pKa ~ 6.5) es un polisacárido natural biodegradable que ha demostrado potencial para el transporte y liberación de genes. Esta tesis de maestría se centra en el estudio de la estabilidad coloidal y la eficiencia de transfección de complejos de ADN/quitosano a diferentes pH y en presencia de medios biológicos, así como en el estudio de la estabilidad de dichos complejos en presencia de polianiones biológicos de tipo glicosaminoglicanos (GAGs). Para realizar este estudio, se seleccionaron cinco muestras de quitosano con diferentes pesos moleculares (PM) y grados de acetilación (GA). Los complejos ADN/quitosano se prepararon a tres relaciones de carga diferentes (R=[N+]/[P-]= 3, 5, 10) y se caracterizaron en términos del tamaño de partícula, índice de polidispersidad (PDI), morfología y carga mediante mediciones de dispersión de luz dinámica, potencial- y microscopías. Los complejos de ADN/quitosano presentaron tamaños de 100 a 300 nm y valores de potencial-de +20 a +70 mV, dependiendo del peso molecular (PM) y grado de acetilación (GA) del quitosano. Se encontró que la estabilidad coloidal de los complejos y la eficiencia de la transfección son afectadas por el pH del medio, así como por la presencia de carbonato, lo cual influye en gran medida en la proliferación celular. Por otra parte, se encontró que la estabilidad coloidal de los complejos de ADN/quitosano en presencia de GAGs depende de la relación de carga de los complejos, así como de la estructura y de la densidad de carga de los glucosaminoglicanos (GAGs). La información obtenida es de gran importancia para identificar las condiciones óptimas, garantizar la estabilidad del quitosano/eGFP y lograr una transfección genética eficiente. | |
dc.description.tableofcontents | ÍNDICE DE CONTENIDO Introducción 23 Justificación 24 Hipótesis 24 Objetivos 25 Objetivos específicos 25 1.- Antecedentes 27 1.1.- Terapia génica 27 1.2.- Vectores para el transporte y liberación de ácidos nucleícos 28 1.3.- Polielectrolitos 29 1.4.- Complejos de polielectrolitos 29 1.5.- Complejos de polielectrolitos a base de quitosano y ADN 31 1.6.- Polianiones biológicos competitivos 35 1.6.1.- Disociación de complejos en presencia de polianiones biológicos 36 1.6.2.- Glucosaminoglicanos (GAGs) 37 1.7.- Estabilidad coloidal de complejos ADN/quitosano 39 1.8.- Disociación y liberación de material genético 41 2.- Metodología y desarrollo experimental 44 2.1.- Materiales 44 2.2.- Preparación de soluciones 45 2.3.- Preparación y caracterización de complejos ADN/quitosano 46 2.4.- Experimentos de electroforesis en gel 46 2.4.1.- Determinación de la estequiometría de formación de los complejos mediante electroforesis en gel 47 2.5.- Mediciones de potencial- 48 2.6.- Mediciones de dispersión de luz dinámica (DLS) 50 2.7.- Observaciones mediante microscopía electrónica de transmisión (TEM) 52 2.8.- Estabilidad de los complejos mediante DLS y electroforesis en gel 53 2.9.- Ensayos de transfección 54 2.10.- Mediciones de citometría de flujo (FSC) 57 2.11.- Mediciones de ATP (trifosfato de adenosina) 59 2.12.- Cantidad de ADN 60 2.13.- Caracterización de polianiones biológicos 61 2.14.- Mediciones de resonancia magnética nuclear (RMN 1H) 62 2.15.- Cromatografía de exclusión por tamaño (SEC) 63 3.- Estequiometría y formulación de complejos peGFP-C3/quitosano 65 3.1.- Mecanismo y estequiometría de formación de complejos peGFP-C3/quitosano 65 3.2.- Efecto del peso molecular del quitosano en la estequiometría de formación de complejos peGFP-C3/quitosano 68 3.3.- Efecto del grado de acetilación del quitosano en la estequiometría de formación de complejos peGFP-C3/quitosano 70 3.4.- Efecto del pH de la solución de quitosano en la estequiometría de formación de complejos peGFP-C3/quitosano 72 3.5.- Tabla de formulaciones 73 3.6.- Conclusiones 74 4.- Formulación, caracterización, estabilidad y transfección de complejos peGFP-C3/quitosano 77 4.1.- Condiciones de transfección 78 4.2.- Determinación del tamaño de partícula de complejos ADN/quitosano mediante DLS 79 4.3.- Determinación de la carga de complejos ADN/quitosano mediante potencial- 81 4.4.- Estabilidad en medios biológicos 83 4.5.- Eficiencia de transfección, viabilidad celular y cantidad de ADN 87 4.5.1.- Expresión de la GFP en células HEK293 87 4.5.2.- Determinación de la cantidad de ATP 89 4.5.3.- Estudio de la proliferación celular a partir de la cantidad de ADN 90 4.6.- Conclusiones 92 5.- Impacto de la presencia de polianiones biológicos en la estabilidad de los complejos ADN/quitosano 95 5.1.- Caracterización fisicoquímica de tres polianiones biológicos: heparina, ácido hialurónico y sulfato de condroitina 96 5.2.- Efecto de la presencia de los polianiones en la estabilidad coloidal de los complejos ADN/quitosano 99 5.2.1.- Determinación del punto de agregación mediante mediciones de DLS 99 5.2.2.- Determinación del punto isoeléctrico mediante mediciones de potencial- 104 5.3.- Estudio de la estabilidad de complejos peGFP-C3/quitosano en presencia de NaCl, SDS y GAGs 107 5.4.- Conclusiones 112 6.- Conclusiones generales 114 7.- Perspectivas 116 8.- Referencias 117 9.- Anexos 125 | |
dc.format | application/PDF | |
dc.language.iso | spa | |
dc.publisher | Biblioteca Digital wdg.biblio | |
dc.publisher | Universidad de Guadalajara | |
dc.rights.uri | https://www.riudg.udg.mx/info/politicas.jsp | |
dc.subject | Estabilidad De Complejos Adn/quitosano | |
dc.subject | Medios Biologicos | |
dc.subject | Glicosaminoglicanos | |
dc.subject | Terapia Genica | |
dc.title | Estudio de la estabilidad de complejos ADN/quitosano en medios biológicos y en presencia de glicosaminoglicanos para la terapia génica | |
dc.type | Tesis de Maestría | |
dc.rights.holder | Universidad de Guadalajara | |
dc.rights.holder | Nando Rodríguez, Jesrael Luz Elena | |
dc.coverage | GUADALAJARA, JALISCO | |
dc.type.conacyt | masterThesis | |
dc.degree.name | MAESTRIA EN CIENCIAS EN QUIMICA | |
dc.degree.department | CUCEI | |
dc.degree.grantor | Universidad de Guadalajara | |
dc.rights.access | openAccess | |
dc.degree.creator | MAESTRO EN CIENCIAS EN QUIMICA | |
dc.contributor.director | Renteria Urquiza, Maite | |
dc.contributor.codirector | Bravo Anaya, Lourdes Mónica | |
dc.contributor.codirector | Figueroa Ochoa, Edgar Benjamín | |
Aparece en las colecciones: | CUCEI |
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Fichero | Tamaño | Formato | |
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